ВЛИЯНИЕ НАРУШЕНИЙ УСЛОВИЙ ИНКУБАЦИИ ИКРЫ НА ВЫЖИВАЕМОСТЬ И ГЕНЕТИЧЕСКИЙ ПОЛИМОРФИЗМ ЛИЧИНОК РУССКОГО ОСЕТРА (ACIPENSER GULDENSTADTII BRANDT)
Авторы:
1.
Всероссийский научно-исследовательский институт ирригационного рыбоводства Российской академии сельскохозяйственных наук (поселок им. Воровского, Ногинский район, Московская область)
2.
Всероссийский научно-исследовательский институт ирригационного рыбоводства
3.
Северо-Западное бассейновое управление по охране, воспроизводству рыбных запасов и регулированию рыболовства «Севзапрыбвод», Санкт-Петербург
4.
Всероссийский научно-исследовательский институт ирригационного рыбоводства Российской академии сельскохозяйственных наук (поселок им. Воровского, Ногинский район, Московская область)
Тип:
Статья
Страницы:
с 77
по 86
Статус:
Опубликован
Получено:
05.12.2015
Одобрено:
18.01.2023
Опубликовано:
25.12.2015
Классификаторы:
УДК 597.17:597.442
ГРНТИ 34.39 Физиология человека и животных
ГРНТИ 62.13 Биотехнологические процессы и аппараты
ГРНТИ 69.01 Общие вопросы рыбного хозяйства
ГРНТИ 69.25 Аквакультура. Рыбоводство
ГРНТИ 69.31 Промышленное рыболовство
ГРНТИ 69.51 Технология переработки сырья водного происхождения
ГРНТИ 87.19 Загрязнение и охрана вод суши, морей и океанов
ГРНТИ 34.39 Физиология человека и животных
ГРНТИ 62.13 Биотехнологические процессы и аппараты
ГРНТИ 69.01 Общие вопросы рыбного хозяйства
ГРНТИ 69.25 Аквакультура. Рыбоводство
ГРНТИ 69.31 Промышленное рыболовство
ГРНТИ 69.51 Технология переработки сырья водного происхождения
ГРНТИ 87.19 Загрязнение и охрана вод суши, морей и океанов
Язык материала:
русский
Ключевые слова:
русский осетр, инкубация икры, генетическая гетерогенность, освещенность, проточность
Аннотация (русский):
Эксперименты проводились на небольших количествах икры или личинок (до 1000 шт.) русского осетра ( Acipenser guldenstadtii Brandt) в условиях Александровского осетрового рыбоводного завода (Астраханская обл.). В эксперименте 1 (3 варианта) колебания ящиков аппарата «Осетр» с раздельно заложенной на инкубацию икрой трех самок осетра приостанавливали (начиная со стадии нейрулы) на одни сутки, тогда как контрольные ящики продолжали колебаться в стандартном режиме. Отсутствие колебательных движений инкубационных ящиков приводило к нарушению кислородного режима и уменьшению выклева личинок всех трех самок. В эксперименте 2 (2 варианта) инкубация икры проходила либо при постоянном освещении, либо в постоянной темноте в сочетании с ограничением амплитуды колебаний инкубационных ящиков, что привело к резкому уменьшению количества вылупляющихся личинок во втором варианте. Полученные личинки содержались далее в тех же условиях, т. е. либо при постоянном освещении, либо в постоянной темноте. На стадии 44, предшествующей началу экзогенного питания, все личинки замораживались для последующего генетико-биохимического анализа, который проводили методом электрофореза в полиакриламидном геле. Генетическую гетерогенность выборок оценивали по частоте встречаемости аллелей, уровню гетерозиготности - наблюдаемой и ожидаемой, критерию χ2. Исследование влияния проточности в эксперименте 1 по локусу малатдегидрогеназы показало, в целом, отсутствие каких-либо отличий между опытным и контрольным потомством, однако в потомстве самок № 2 и 3 наблюдалось уменьшение гомозиготного генотипа В′В′ . Смещение равновесия D происходило в основном в пользу гетерозигот. По локусу эстеразы смещение равновесия наблюдалось также в сторону гетерозиготности. В эксперименте 2 следствием повышенной смертности личинок при постоянном освещении, наоборот, было смещение равновесия в сторону гомозиготности по обоим исследованным локусам. Для уменьшения селективности рыбоводства предложено оптимизировать процесс выращивания молоди осетровых для выпуска в природные водоёмы, приблизив заводские условия к природным.
Эксперименты проводились на небольших количествах икры или личинок (до 1000 шт.) русского осетра ( Acipenser guldenstadtii Brandt) в условиях Александровского осетрового рыбоводного завода (Астраханская обл.). В эксперименте 1 (3 варианта) колебания ящиков аппарата «Осетр» с раздельно заложенной на инкубацию икрой трех самок осетра приостанавливали (начиная со стадии нейрулы) на одни сутки, тогда как контрольные ящики продолжали колебаться в стандартном режиме. Отсутствие колебательных движений инкубационных ящиков приводило к нарушению кислородного режима и уменьшению выклева личинок всех трех самок. В эксперименте 2 (2 варианта) инкубация икры проходила либо при постоянном освещении, либо в постоянной темноте в сочетании с ограничением амплитуды колебаний инкубационных ящиков, что привело к резкому уменьшению количества вылупляющихся личинок во втором варианте. Полученные личинки содержались далее в тех же условиях, т. е. либо при постоянном освещении, либо в постоянной темноте. На стадии 44, предшествующей началу экзогенного питания, все личинки замораживались для последующего генетико-биохимического анализа, который проводили методом электрофореза в полиакриламидном геле. Генетическую гетерогенность выборок оценивали по частоте встречаемости аллелей, уровню гетерозиготности - наблюдаемой и ожидаемой, критерию χ2. Исследование влияния проточности в эксперименте 1 по локусу малатдегидрогеназы показало, в целом, отсутствие каких-либо отличий между опытным и контрольным потомством, однако в потомстве самок № 2 и 3 наблюдалось уменьшение гомозиготного генотипа В′В′ . Смещение равновесия D происходило в основном в пользу гетерозигот. По локусу эстеразы смещение равновесия наблюдалось также в сторону гетерозиготности. В эксперименте 2 следствием повышенной смертности личинок при постоянном освещении, наоборот, было смещение равновесия в сторону гомозиготности по обоим исследованным локусам. Для уменьшения селективности рыбоводства предложено оптимизировать процесс выращивания молоди осетровых для выпуска в природные водоёмы, приблизив заводские условия к природным.
Ключевые слова:
русский осетр, инкубация икры, генетическая гетерогенность, освещенность, проточность
русский осетр, инкубация икры, генетическая гетерогенность, освещенность, проточность
Введение В современных условиях воспроизводство осетровых рыб для пополнения естественных популяций осуществляется в основном в индустриальных условиях - на специализированных осетровых рыбоводных заводах (ОРЗ). Однако воспроизводство в заводских условиях, отличающихся от природных световым, гидрохимическим и гидрологическим режимами и другими параметрами, оказывает селективное действие на генофонд и характеристики потомства [1-7]. При исследованиях осетровых изучение селективного влияния рыбоводства показало, что выпуск «заводской» молоди в естественные водоемы приводит к увеличению доли менее продуктивных, но более жизнестойких гетерозиготных особей. В перспективе это обусловливает сокращение численности популяций и их постепенную деградацию в последующих поколениях [8-11]. Определение характера реактивности организмов на действие различных факторов окружающей среды (в том числе в искусственных условиях) и выяснение особенностей наследования этой реактивности остаются актуальными направлениями исследований в биологии. При этом особое внимание обращается на изменчивость признаков, которая рассматривается как основа для отбора и один из ведущих факторов филогенеза и видообразования. Эмбриональное развитие рыб является важным этапом онтогенеза, результат которого определяет последующую численность популяции и её генетическое разнообразие. В этот период развивающийся организм в наибольшей степени подвержен влиянию факторов внешней среды, среди которых существенное значение имеют освещенность и проточность. Свет необходим для формирования нейроэндокринной системы (эпифиз-гипоталамус), обеспечивающей связь организма с внешней средой. Изменение интенсивности светового потока и его спектра в процессе развития икры отражается на морфометрических признаках зародышей, скорости их роста и выживаемости, в частности, полная темнота приводит к увеличению смертности эмбрионов некоторых видов рыб [12, 13]. Интенсивность освещения оказывает влияние на темп роста рыб и на более поздних стадиях онтогенеза [14]. Недостаток кислорода при отсутствии проточности также приводит к нарушениям эмбриогенеза и гибели эмбрионов. Целью нашей работы было изучение влияния условий инкубации на ОРЗ (проточности и освещенности) на генетический полиморфизм личинок русского осетра. Ранее подобные исследования не проводились. Материалы и методы исследований Опыты по изучению влияния условий инкубации икры на генетические характеристики потомства русского осетра Acipenser guldenstadtii Brandt были проведены на базе Александровского ОРЗ в Астраханской области в апреле - мае 2011 г. Эксперимент 1 был поставлен для изучения возможных последствий остановки проточности воды в инкубационных аппаратах (происходящей на рыбоводных заводах при аварийном отключении насоса, подающего воду в инкубационный цех). В этом эксперименте была осуществлена раздельная инкубация небольших порций икры 3-х самок русского осетра с различным рыбоводным качеством в стандартном инкубационном аппарате «Осетр», что соответствовало 3 опытам с контролем для каждой самки. Икра каждой самки была оплодотворена спермой 4-х самцов. В каждой порции икры, взятой объемным методом из производственной партии после фунгицидной обработки фиолетовым К на стадии 4-8 бластомеров, находилось, ориентировочно, от 650 до 1000 икринок (точное число было определено после выклева личинок путем суммирования их количества с числом погибших эмбрионов). Каждая порция развивающейся икры была разделена на 2 части, которые были размещены в отдельных сетчатых ящиках инкубационного аппарата. В результате было получено 6 вариантов опыта. Средняя температура воды в период инкубации составляла 14-15 °С. Начало опыта - 24 апреля. Продолжительность инкубации (до начала вылупления) - 6 суток. Погибшую и покрытую сапролегнией икру через каждые 3-4 часа отбирали сачком для предотвращения распространения инфекции и учитывали поштучно. Для имитации нарушения условий инкубации при отключении электроэнергии «опытные» сетчатые ящики с развивающейся икрой переносились в аналогичный аппарат «Осетр» с водоподачей, отключенной на 24 часа. В результате развитие эмбрионов со стадии 19 - ранней нейрулы до стадии 22-23 - поздней нейрулы [15] проходило в «стоячей» воде, однако икра периодически перемешивалась вручную, одновременно с отбором пораженных сапролегнией икринок. «Контрольные» ящики инкубационного аппарата продолжали колебаться в стандартном режиме. Через сутки «опытные» инкубационные ящики были возвращены в свои ячейки и перемешивание икры в них возобновилось. Отлов личинок производился по мере их вылупления (в течение примерно 36 часов). Личинки на стадии 36 переносились в жестко закрепленные ящики аппарата «Осетр» с небольшим уровнем проточности), где осуществлялось их выдерживание в течение последующих 8 суток до стадии 44, предшествующей стадии начала экзогенного питания (стадия 45) [15]. На стадии 44 количество эндогенного желтка (имеющего материнский генотип) сокращается до минимума и начинают проявляться особенности индивидуального генотипа. Дальнейшее выращивание не проводили, поскольку, согласно принятой технологии, переход личинок на активное питание осуществляется в прудах. Выращенные личинки пересчитывались поштучно и замораживались в морозильной камере при температуре -20 °С. Эксперимент 2. Для изучения возможного влияния освещения на выживаемость эмбрионов и на возможный отбор наиболее приспособленных генотипов русского осетра был проведён дополнительный эксперимент на икре, полученной 24 апреля (одновременно с икрой, использованной в предыдущем эксперименте) и оплодотворенной спермой тех же самцов. В опыте использовалась икра самки с высоким показателем, около 97 %, нормального развития эмбрионов (% НРЭ), после определения этого показателя на 17-й стадии развития (маленькой желточной пробки). В 1-м варианте эмбрионы выдерживались при постоянном освещении (помимо общего освещения в цехе к инкубационному ящику была прикреплена постоянно включенная лампочка мощностью 40 Вт с отражателем). Во 2-м варианте черный полиэтилен, которым он был полностью изолирован от света, сократил также амплитуду колебаний инкубационного ящика по сравнению с 1-м вариантом. Остальные условия инкубации (температура воды, общая продолжительность, отбор и учет погибших эмбрионов) были такими же, как в эксперименте 1. Вылупляющиеся личинки были перенесены в жестко закрепленные ящики аппарата «Осетр», в которых осуществлялось их дальнейшее выдерживание. Основные условия выдерживания личинок были такими же, как в период инкубации - постоянное освещение или постоянная темнота. На стадии 44 личинки были пересчитаны поштучно и заморожены. Генетико-биохимические исследования проводили методом электрофореза в полиакриламидном геле. Этот метод позволяет охарактеризовать как индивидуальные генотипы рыб, так и уровень гетерогенности и аллельного разнообразия изоферментов исследуемой выборки в целом [10, 16]. Поскольку изоферменты различаются по своим свойствам (оптимум рН, активация ионами, сродство к субстратам, ингибиторам, активаторам, кофакторам), то характер их электрофоретического спектра отражает регуляторные механизмы, контролирующие метаболизм [17, 18]. В качестве генетических маркеров использовали 2 полиморфные ферментные системы: малатдегидрогеназу (MDG) и эстеразу (Est), у которых уже на личиночной стадии фенотипически проявляются индивидуальные спектры аллозимов. Генетическую гетерогенность выборок оценивали по частоте встречаемости аллелей, уровню гетерозиготности - наблюдаемой (Ноb) и ожидаемой (Не), критерию χ2 Харди - Вайнберга [19]. Данные по частотам генов были проанализированы с помощью теста χ2 на гетерогенность Д. В. Ниля и У. Д. Шелла [20], часто применяемого в популяционной генетике [3, 21]. Результаты исследования и их обсуждение Эксперимент 1. Прекращение колебательных движений инкубационных ящиков сопровождалось достоверным снижением выживаемости личинок в первых 2-х вариантах эксперимента (табл. 1). Наиболее четко (р < 0,001) это проявилось в потомстве самки № 2, давшей икру высокого рыбоводного качества (% НРЭ = 95), слабее (р < 0,05) - у самки № 1 (% НРЭ = 86). При развитии икры самки № 3 с % НРЭ = 58, на фоне высокой общей смертности эмбрионов, эта закономерность не проявилась. Таблица 1 Влияние нарушения режима инкубации на выживаемость эмбрионов русского осетра. Эксперимент 1 № самки Вариант % НРЭ Исходное число икринок Погибшие икринки, шт. (% ± m) Аномальные постэмбрионы, шт. (% ± m) Нормальные личинки (36 ст.), шт. (% ± m) 1 24-часовая остановка работы инкубационного аппарата 86 354 173 (48,9 ± 2,65) 27 (7,6 ± 1,41) 154 (43,5 ± 2,63) Непрерывный процесс работы (контроль) 293 111 (37,9 ± 2,83)* 31 (10,6 ± 1,80) 167 (57,0 ± 2,89)** 2 24-часовая остановка работы инкубационного аппарата 95 496 164 (33,1 ± 2,11) 25 (5,0 ± 0,98) 307 (61,9 ± 2,18) Непрерывный процесс работы (контроль) 533 92 (17,3 ± 1,64)** 5 (0,9 ± 0,41)** 436 (81,8 ± 1,67)** 3 24-часовая остановка работы инкубационного аппарата 58 405 270 (66,7 ± 2,34) 5 (1,2 ± 0,54) 130 (32,1 ± 2,32) Непрерывный процесс работы (контроль) 528 348 (65,9 ± 2,06) 4 (1,0 ± 0,43) 176 (33,3 ± 2,05) * p < 0,05, ** p < 0,001. Эксперимент 2. В этом опыте эмбрионы осетра были подвергнуты еще более сильному воздействию. Помимо ограничения колебательных движений инкубационных ящиков на протяжении всего процесса инкубации, сам процесс инкубации проходил в полной темноте. В стандартных производственных условиях свет в инкубационном цехе ОРЗ присутствует круглосуточно. Результаты воздействия постоянной темноты в сочетании с ограничением проточности приведены в табл. 2. Таблица 2 Влияние нарушения режима инкубации на выживаемость эмбрионов русского осетра. Эксперимент 2 Вариант N, шт. Отход икры по дням, шт. Общий отход за время инкубации, шт. Количество однодневных личинок, шт. 27.04 28.04 29.04 30.04-1.05 Постоянное освещение (контроль) 736 80 101 71 32 284 452 Постоянная темнота, ограничение подвижности инкубационных ящиков 678 75 351 71 77 574 104 Результаты генетико-биохимического анализа тканей замороженных личинок представлены в табл. 3-6. По частоте встречаемости аллелей локуса MDG В1 в потомстве всех самок между «опытом» и контролем достоверных различий не обнаружено (табл. 3). При этом выявлено разнонаправленное влияние проточности на гетерозиготность потомства самок № 2 и 3. У самки № 2 наблюдалось некоторое уменьшение гетерозиготности по сравнению с контролем (примерно на 10 %). В потомстве самки № 3, у которой уменьшение выхода личинок, вследствие прекращения колебательных движений инкубационного ящика, не проявилось, наоборот, отмечено незначительное увеличение гетерозигот (примерно на 7 %) по сравнению с контролем (табл. 3). Следует отметить, что у самки № 3 была очень низкая исходная гетерозиготность - 0,144, против 0,500 у самки № 1 и 0,262 у самки № 2. Генетические параметры по локусу MDG В2 у потомства самки № 1 свидетельствуют об увеличении доли гомозигот ВВ почти в 2 раза (с 14,5 до 25 %), соответственно частота встречаемости гетерозигот уменьшается в 1,5 раза (табл. 4). Аналогичная, но значительно менее выраженная тенденция наблюдалась в «опытном» варианте с икрой самки № 2. Однако у потомства самки № 3, напротив, доля гомозигот ВВ снижается в «опыте» более чем в 1,5 раза (с 43 до 26 %), а частота встречаемости гомозигот В′В′ возрастает с 27 до 40 % по сравнению с контролем. При этом достоверной разницы по гетерозиготности локуса и частоте встречаемости аллелей в «опыте» и контроле в потомстве разных самок нет, отсутствует и устойчивый тренд к повышению гетерозиготности или доли зигот различных типов в «опытных» вариантах. Таким образом, генетическая разнокачественность потомства разных самок по локусу MDG в «опыте» может быть обусловлена не столько влиянием условий среды, сколько генетическими особенностями икры самок № 1 и 3, а также сниженным рыбоводным качеством икры самки № 3 (% НРЭ = 58 против 98 у самки № 1). По локусу Est в потомстве самки № 1 количество гомозигот ее увеличивается в «опыте» по сравнению с контролем в 3 раза (с 2,5 до 8 %), а число гомозигот аа, напротив, снижается более чем в 2 раза (до 6,5 с 15 %). Частота встречаемости гетерозигот ае в этом варианте практически не изменяется. В потомстве самки № 2, напротив, происходит увеличение количества гетерозигот на 30 %, а частота встречаемости гомозиготного генотипа аа уменьшается по сравнению с контролем почти в 2 раза (до 16 с 31 %). Однако потомство самки № 3 показало высоко достоверные различия между «опытом» и контролем по генотипу aa, который был полностью элиминирован в «опыте», что обусловило рост гетерозиготности в целом. Однако по частотам встречаемости аллелей достоверных различий не обнаружено (табл. 5). Таблица 3 Частота встречаемости генотипов и аллелей MDG (В1) у личинок русского осетра в эксперименте 1 Вариант Генотипы Ν, шт. рВ ± m рВ′ ± m Но ± m Не ± m D χ2 G P ВВ* 100/100 ВВ′* 100/160 В′В′* 160/160 Самка № 1 - «опыт» 57 63,38 53 40,23 0 6,38 110 0,759 ± 0,029 0,241 ± 0,029 0,482 ± 0,048 0,366 ± 0,030 0,317 ± 0,082 11,08 10,87 < 0,001 Самка № 1 - контроль 58 65,25 58 43,5 0 7,25 116 0,75 ± 0,028 0,25 ± 0,028 0,5 ± 0,046 0,375 ± 0,028 0,333 ± 0,077 12,89 12,69 < 0,001 Самка № 2 - «опыт» 139 140,02 26 23,95 0 1,02 165 0,921 ± 0,015 0,079 ± 0,015 0,158 ± 0,028 0,145 ± 0,028 0,086 ± 0,098 1,21 0,98 > 0,5 Самка № 2 - контроль 110 112,55 39 33,9 0 2,55 149 0,869 ± 0,020 0,131 ± 0,020 0,262 ± 0,036 0,228 ± 0,029 0,151 ± 0,093 3,38 3,11 > 0,05 Самка № 3 - «опыт» 117 118,72 32 28,56 0 1,72 149 0,893 ± 0,018 0,107 ± 0,018 0,215 ± 0,034 0,192 ± 0,028 0,12 ± 0,097 2,16 1,9 > 0,5 Самка № 3 - контроль 77 77,47 13 12,04 0 0,47 90 0,928 ± 0,019 0,072 ± 0,019 0,144 ± 0,037 0,134 ± 0,033 0,078 ± 0,134 0,55 0,36 > 0,5 * Согласно [10]. Таблица 4 Частота встречаемости генотипов и аллелей MDG (В2) у личинок русского осетра в эксперименте 1 Вариант Генотипы Ν, шт. рВ ± m рВ′ ± m Но ± m Не ± m D χ2 G P ВВ* 100/100 ВВ′* 100/160 В′В′* 160/160 Самка № 1 - «опыт» 28 11,46 15 48,09 67 50,46 110 0,323 ± 0,032 0,677 ± 0,032 0,136 ± 0,033 0,437 ± 0,022 -0,668 ± 0,040 52,08 51,95 < 0,001 Самка № 1 - контроль 17 8,28 28 45,43 71 62,28 116 0,267 ± 0,029 0,733 ± 0,029 0,241 ± 0,040 0,392 ± 0,027 -0,384 ± 0,071 17,08 16,88 < 0,001 Самка № 2 - «опыт» 48 41,75 70 85,5 47 40,75 165 0,503 ± 0,028 0,497 ± 0,028 0,424 ± 0,039 0,5 ± 0,002 -0,152 ± 0,066 3,77 3,8 > 0,5 Самка № 2 - контроль 36 28,36 58 73,29 55 47,36 149 0,436 ± 0,029 0,564 ± 0,029 0,389 ± 0,040 0,492 ± 0,008 -0,209 ± 0,065 6,48 6,51 < 0,05 Самка № 3 - «опыт» 39 27,49 50 73,02 60 48,49 149 0,43 ± 0,029 0,571 ± 0,029 0,336 ± 0,039 0,49 ± 0,008 -0,315 ± 0,057 14,81 14,87 < 0,001 Самка № 3 - контроль 39 30,62 27 43,75 24 15,62 90 0,583 ± 0,037 0,417 ± 0,037 0,3 ± 0,048 0,486 ± 0,013 -0,383 ± 0,067 13,19 13,28 < 0,001 * Cогласно [10]. Таблица 5 Частота встречаемости генотипов и аллелей Est у личинок русского осетра в эксперименте 1 Вариант Генотипы Ν, шт. ра ± m ре′ ± m Но ± m Не ± m D χ2 G P aa ae ee Самка № 1 - «опыт» 11 41,26 145 84,49 13 43,26 169 0,494 ± 0,027 0,506 ± 0,027 0,858 ± 0,027 0,5 ± 0,002 0,716 ± 0,022 86,69 87,08 < 0,001 Самка № 1 - контроль 18 37,97 99 59,06 3 22,97 120 0,563 ± 0,032 0,437 ± 0,032 0,825 ± 0,035 0,492 ± 0,009 0,676 ± 0,031 54,87 55,8 < 0,001 Самка № 2 - «опыт» 28 43,5 118 87 28 43,5 174 0,5 ± 0,027 0,5 ± 0,027 0,678 ± 0,035 0,5 ± 0,002 0,356 ± 0,049 22,09 22,19 < 0,001 Самка № 2 - контроль 35 37,06 60 55,88 19 21,06 114 0,57 ± 0,033 0,43 ± 0,033 0,526 ± 0,047 0,49 ± 0,010 0,074 ± 0,087 0,62 0,62 > 0,05 Самка № 3 - «опыт» 0 20,51 95 53,98 15 35,51 110 0,432 ± 0,033 0,568 ± 0,033 0,864 ± 0,033 0,491 ± 0,010 0,76 ± 0,025 63,54 63,9 < 0,001 Самка № 3 - контроль 33 41 97 81 32 40 162 0,503 ± 0,028 0,497 ± 0,028 0,599 ± 0,039 0,5 ± 0,002 0,198 ± 0,063 6,32 6,35 > 0,05 Таблица 6 Частота встречаемости генотипов и аллелей Est у личинок русского осетра в эксперименте 2 Вариант Генотипы Ν, шт. рВ ± m рВ′ ± m Но ± m Не ± m D χ2 G P aa ae ee 24С:0Т 23 13,98 31 49,03 52 42,98 106 0,363 ± 0,033 0,637 ± 0,033 0,292 ± 0,044 0,463 ± 0,018 -0,368 ± 0,066 14,34 14,36 < 0,001 0С:24Т 8 4,63 21 27,75 45 41,63 74 0,25 ± 0,036 0,75 ± 0,036 0,284 ± 0,052 0,375 ± 0,035 -0,243 ± 0,103 4,38 4,27 < 0,5 Отсутствие достоверных различий по частотам аллелей и гетерозиготности Est, при существенной динамике генотипов, вплоть до выщепления, свидетельствует о том, что отбор в данном случае осуществляется на уровне генотипов. В эксперименте 2 по техническим причинам были получены данные только по локусу Est (табл. 6). Сравнение потомства, проинкубированного и выращенного при постоянной освещенности и в темноте, показало, что наблюдается снижение количество гомозигот аа почти в 2 раза - с 22 до 11 % и рост числа гомозигот ее с 49 до 60 %. Количество гетерозигот в обоих вариантах эксперимента одинаково (табл. 6). Однако достоверных различий по частоте встречаемости частот аллелей и гетерозиготности не обнаружено, что на фоне определенного преимущества гомозигот ее надо гомозиготами аа может подтверждать сделанное выше предположение об отборе по локусу Est на уровне генотипа. Таким образом, эксперимент 2 характеризовался высокой смертностью эмбрионов в период инкубации (вариант - полная темнота). Смещение равновесия в эксперименте 2 наблюдается в сторону гомозиготности, что связано, скорее всего, с селективным характером высокой смертности эмбрионов. В подавляющем большинстве вариантов «опыта» и контроля значения χ2 превышают допустимые, что говорит об отсутствии генетического равновесия в исследованных выборках. Это также свидетельствует о наличии как стрессового отбора в «опытных» вариантах, так и естественного отбора в контроле. Такую картину в целом можно трактовать как переменное преимущество генотипов в изменяющихся условиях среды. Однако в природе редко встречаются однозначные взаимодействия среды и генотипа. Скорее всего, и в данном случае два исследованных ферментных гена находятся в сложных отношениях с другими генами, возможны явления комплементарности генов, плейотропии и др., поэтому по результатам данного исследования нельзя сделать вывод о направлении отбора в пользу одного из генотипов или аллелей. Более того, различия в ответах потомства различных самок на внешнее воздействие связаны в первую очередь с исходным качеством рыбоводной икры и, как следствие, с разной долей нежизнеспособных эмбрионов (эксперимент 1). Большое значение, которое имеет получение высококачественной оплодотворенной икры на ОРЗ и других заводах, мы уже отмечали в более ранних работах [22]. Именно поэтому дальнейшие исследования целесообразно проводить не в производственных цехах, а в контролируемых, стандартизированных условиях, с использованием большего числа генетических маркеров. Как известно, изменение экологической среды одомашниваемых животных привело к появлению нового вектора отбора, определяемого, в частности, стрессорным действием постоянных факторов «доместикационной» среды, таких как человек, механизмы авторегуляции популяционной плотности, контролируемые условия разведения и содержания [23]. Поскольку связь генетической структуры популяции с её приспособленностью и численностью не вызывает сомнения, увеличение или элиминация каких-то определенных генотипов в процессе рыбоводства с целью выпуска в природные водоёмы является принципиальным моментом [4, 8-10, 24]. Для исключения селективной смертности определенных генотипов в ходе рыбоводного процесса необходимо оптимизировать и строго контролировать условия инкубации икры, выдерживания личинок и выращивания молоди на ОРЗ, приближая их основные параметры к природным.
1. Алтухов Ю. П. Генетические последствия селективного рыболовства / Ю. П. Алтухов // Генетика. 1994. Т 30, № 1. С. 5-21.
2. Алтухов Ю. П. Внутривидовое генетическое разнообразие: Мониторинг и принципы сохранения / Ю. П. Алтухов // Генетика. 1995. Т. 31, № 10. С. 1331-1357.
3. Алтухов Ю. П. Популяционная генетика лососевых рыб / Ю. П. Алтухов, Е. О. Салменкова, В. Т. Омельченко. М.: Наука, 1997. 288 с.
4. Алтухов Ю. П. Генетические последствия селективного рыболовства и рыбоводства / Ю. П. Алтухов // Вопросы рыболовства. 2000. Т. 2, № 4 (8). С. 562-603.
5. Никоноров С. И. Эколого-генетические проблемы искусственного воспроизводства осетровых и лососевых рыб / С. И. Никоноров, Л. В. Витвицкая. М.: Наука, 1993. 254 с.
6. Баранникова И. А. Проблема сохранения осетровых России в современный период / И. А. Баранникова, С. И. Никоноров, А. Н. Белоусов // Осетровые на рубеже XXI века. Междунар. конф.: тез. докл. Астрахань: Изд-во КаспНИРХ, 2000. С. 7-8.
7. Карнаухов Г. И. Сохранение биоразнообразия азовской севрюги в современных экологических условиях / Г. И. Карнаухов // Проблемы и перспективы развития аквакультуры России: материалы Междунар. науч.-практ. конф. Краснодар: Здравствуйте, 2001. С. 44-45.
8. Рябова Г. Д. О возможном влиянии рыбоводства на генетические и биологические характеристики севрюги / Г. Д. Рябова, М. В. Офицеров, В. О. Климонов, Е. И. Шишанова, Г. Ф. Довгопол, Р. П. Ходаревская // Состояние и перспективы научно-практических разработок в области марикультуры России. М.: Изд-во ВНИРО, 1996. С. 269-274.
9. Рябова Г. Д. Влияние рыбоводства на генотипические и фенотипические характеристики волжской поздней яровой севрюги / Г. Д. Рябова, В. О. Климонов, К. И. Афанасьев, Г. А. Рубцова, Ф. Ф. Москалейчик // Аквакультура осетровых рыб: достижения и перспективы развития. М.: Изд-во ВНИРО, 2006. С. 213-216.
10. Рябова Г. Д. Генетическая изменчивость в природных популяциях и доместицированных стадах осетровых рыб России. Атлас аллозимов / Г. Д. Рябова, В. О. Климонов, Е.И. Шишанова. М.: Россельхозакадемия, 2008. 94 с.
11. Шишанова Е. И. Генетическая изменчивость стерляди (Acipenser ruthenus, Linnaeus, 1758) в процессе доместикации в условиях установки замкнутого водоснабжения / Е. И. Шишанова, А. Д. Павлов // Естественные и технические науки. 2013. № 1. С. 85-88.
12. Blanco-Vives B. Does lighting manipulation during incubation affect hatching rhythms and early development of sole? / B. Blanco-Vives, M. Alliaga-Guerrero, J. P. Cañavate, J. A. Muñoz-Cueto, F. J. Sánchez-Vázquez // Chronobiol. Int. 2011. No. 4. P. 300-306.
13. Любицкая А.И. Влияние различных участков видимой части спектра на стадии развития эмбрионов и личинок рыб / А. И. Любицкая // Зоологический журнал. 1956. Т. 35, вып. 3. С. 1873-1886.
14. Власов В. А. Влияние света на рост и развитие рыб / В. А. Власов, Н. И. Маслова, С.В. Пономарёв, Ю. М. Баканёва // Вестн. Астрахан. гос. техн. ун-та. Сер.: Рыбное хозяйство. 2013. № 2. С. 24-34.
15. Объекты биологии развития. Гл. XI. Осетр Acipenser güldenstӓdti /под ред. Т. А. Детлаф. М.: Наука, 1975. С. 217-277.
16. Peacock A. C. Serum protein electrophoresis in acrylamide gel / A. C. Peacock, S. L. Bunting, K. G. Queen // Scienсе. 1965. Vol. 147. P. 1451-1543.
17. Микодина Е. В. Биохимические маркёры рыб: справочник / Е. В. Микодина, Т. И. Лаптева, А. Е. Микулин, М. А. Седова, Е. В. Ганжа, Е. Д. Павлов, А. И. Манухов. М.: Изд-во ВНИРО, 2011. 148 с.
18. Корочкин Л. И. Генетика изоферментов / Л. И. Корочкин, О. Л. Серов, А. И. Пудовкин. М.: Наука, 1977. 275 с.
19. Айала Ф. Введение в популяционную и эволюционную генетику / Ф. Айала. М.: Мир, 1984. 232 с.
20. Ниль Д. В. Наследственность человека / Д. В. Ниль, У. Д. Шелл. М.: Изд-во иностр. лит., 1958. 389 с.
21. Животовский Л. А. Проблемы анализа комплекса признаков / Л. А. Животовский // Экологическая генетика и эволюция: сб. науч. тр. Кишинев: Штиинца, 1987. С. 134-177.
22. Тренклер И. В. Зависимость выживаемости личинок осетра и севрюги от качества развивающейся икры и содержания растворенного кислорода в воде / И. В. Тренклер // Осетровые на рубеже XXI века. Междунар конф: тез. докл. Астрахань: Изд-во КаспНИРХ, 2000. С. 277-278.
23. Кисловский Д. А. Труды: Избр. соч. / Д. А. Кисловский. М.: Колос, 1965. 535 с.
24. Шишанова Е. И. Влияние криоконсервации спермы на выживаемость и генетический полиморфизм личинок русского осетра / Е. И. Шишанова, И. В. Тренклер, А. С. Мамонова // Вестн. Астрахан. гос. техн. ун-та. Сер.: Рыбное хозяйство. 2012. № 2. С. 105-111.
