Вкусовые клетки типа III образуют классические химические синапсы, в которых выброс нейромедиатора инициируется повышением внутриклеточного Са2+ за счет входа внеклеточного Са2+ через потенциал-зависимые (ПЗ) Са2+ каналы. Плотность упаковки клеток во вкусовой почке такова, что межклеточное пространство на два порядка меньше внутриклеточного. В силу этого, концентрации экстраклеточных ионов, включая ионы Са2+, могут значительно варьировать при изменении электрической активности клеток вкусовой почки за счет перераспределения ионов между цитоплазмой и межклеточной средой. В этом случае, надежность работы синапса в клетках типа III требует существования механизма, который бы обеспечивал относительную стабильность выброса нейромедиаторов условиях вариабельности внеклеточного Са2+ в физиологически адекватном диапазоне концентраций. С целью частичной проверки идеи инвариантности нами анализировались внутриклеточные Са2+ сигналы, генерируемые вкусовыми клетками типа III в ответ на стимуляцию при разных концентрациях внеклеточного Са2+. Оказалось, что как ПЗ Са2+ токи в клетках типа III, так и внутриклеточные Са2+ сигналы, инициирующие в дальнейшем секрецию нейромедиатора, остаются инвариантными при варьировании внеклеточного Са2+ в физиологическом диапазоне. Показано, что ПЗ Са2+ токи инварианты по отношению к концентрации внеклеточного Са2+ в диапазоне 1-2 мМ наружного Са2+, а увеличение концентрации внутриклеточного Са2+, вызванное электрической или неинвазивной деполяризацией KCl, инвариантно в диапазоне 0.5-5 мМ Са2+ во внеклеточной среде. Эти данные подтверждают существование во вкусовых клетках типа III не ясного на настоящий момент механизма, который может обеспечивать инвариантность секреции нейромедиаторов посредством обеспечения стабильности внутриклеточных Са2+ сигналов при разной концентрации ионов Са2+ в межклеточном пространстве.
вкусовые клетки, кальциевая сигнализация, экстраклеточный Са2+, ПЗ Са2+-каналы, taste cells, calcium signalization, extracellular Са2+, VG Са
1. Vandenbeuch A., Zorec R., Kinnamon S.C. Capacitance measurements of regulated exocytosis in mouse taste cells. J. Neurosci., 2010, vol. 30, pp. 14695-14701.
2. Huang Y.-J., Maruyama Y., Lu K.-S., Pereira E., Plonsky I., Baur J.E., Wu D., Roper S.D. Mouse taste buds use serotonin as a neurotransmitter. J. Neurosci., 2005, vol. 25, pp. 843-847.
3. Huang Y., Pereira E., Roper S.D. Acid stimulation (sour taste) elicits GABA and serotonin release from mouse taste cells. PLoS One, 2011, vol. 6, no. 10, e25471.
4. Yee C.L., Yang R., Bottger B., Finger T.E., Kinnamon J.C. “Type III” cells of rat taste buds: immunohistochemical and ultrastructural studies of neuron-specific enolase, protein gene product 9.5, and serotonin. J. Comp. Neurol., 2001, vol. 440, pp. 97-108.
5. Baryshnikov S.G., Rogachevskaja O.A., Kolesnikov S.S. Calcium signaling mediated by P2Y receptors in mouse taste cells. J. Neurophysiol., 2003, vol. 90, pp. 3283-3294.
6. Romanov R.A., Rogachevskaja O.A., Bystrova M.F., Jeang P., Margolskee R.F., Kolesnikov S.S. Afferent neurotransmission mediated by hemichannels in mammalian taste cells. EMBO J., 2007, vol. 26, no. 3, pp. 657-667.
7. Kolesnikov S.S., Margolskee R.F. Extracellular K+ activates a K+ - and H+ - permeable conductance ion frog taste receptor cells. J. Physiol., 1998, vol. 507, pp. 415-432.
8. Khokhlov А.A., Romanov R.A., Zubov B.V., Pashinin A.D., Kolesnikov S.S. An LED-Based Illuminator for Microphotometric Studies of Cells. Physical instruments for ecology, medicine, and biology, 2007, vol. 3, pp. 128-131.
9. Romanov R.A., Kolesnikov S.S. Electrophysiologically identified subpopulations of taste bud cells. Neurosci. Lett., 2006, vol. 395, pp. 249-254.
10. Bystrova M.F., Romanov R.A., Rogachevskaja O.A., Churbanov G.D., Kolesnikov S.S. Functional expression of the extracellular Ca2+-sensing receptor in mouse taste cells. J. Cell Sci., 2010, vol. 123, pp. 972-982.
11. Clapp T.R., Medler K.F., Damak S., Margolskee R.F., Kinnamon S.C. Mouse taste cells with G protein-coupled taste receptors lack voltage gated calcium channels and SNAP-25. BMC Biol., 2006, vol. 4, p. 7.
12. Romanov R.A., Rogachevskaja O.A., Bystrova M.F., Kolesnikov S.S. Electrical excitability of taste cells. Mechanisms and possible physiological significance. Biomembrans, 2012, vol. 22, no. 1-2, pp. 85-101.
13. Cherkashin A.P., Zhao H., Kolesnikov S.S. Possible Mechanisms Mediating the Regulation of Voltage Gated Са2+ Channels by Extracellular Са2+. Biomembrans, 2015, vol. 32, no. 2, pp. 119-124.
14. Romanov R.A., Rogachevskaya O.A., Bystrova M.F., Kolesnikov S.S. Afferent output in mammalian taste cells. A role of electrical excitability in mediating transmitter release. In: Action Potential: Biophysical and Cellular Context, Initiation and Phases and Propagation. Ed. Columbus F. Nova Science Publishers, Inc. New York, 2010, pp. 133-157.
15. Hofer A.M., Brown E.M. Extracellular calcium sensing and signalling. Nat. Rev. Mol. Cell. Biol., 2003, vol. 4, pp. 530-538.
16. Conigrave A.D., Ward D.T. Calcium-sensing receptor (CaSR): Pharmacological properties and signaling pathways. Best Pract. Res. Clin. Endocrin. Metab., 2013, vol. 27, pp. 315-331.
17. Chow J.Y.C., Estrema C., Orneles T., Dong X., Barrett K.E., Dong H. Calcium-sensing receptor modulates extracellular Ca2+ entry via TRPC-encoded receptor-operated channels in human aortic smooth muscle cells. Am. J. Physiol. Cell Physiol., 2011, vol. 301, pp. 461-468.
18. Phillips C.G., Harnett M.T., Chen W., Smith S.M. Calcium-sensing receptor activation depresses synaptic transmission. J. Neurosci., 2008, vol. 28, pp. 12062-12070.
